english version wersja do druku
	kwartalnik ISSN 0500-7208 Czasopismo punktowane przez KBN, Index Copernicus oraz w bazie GBL

Etiopatogeneza gruczolaka stercza nie jest całkowicie poznana. Gruczoł krokowy wykazuje zależność morfologiczną i czynnościową od androgenów (6, 7). Po 60 roku życia, w wyniku zmian zanikowych w komórkach Leydiga jądra, dochodzi do obniżenia we krwi stężenia androgenów (5, 9) prowadzącego na drodze ujemnego sprzężenia zwrotnego do wzrostu wydzielania gonadotropin przysadkowych: LH i FSH (8). Wykazano obecność LH i FSH w tkance gruczolaka stercza w stężeniach znamiennie wyższych niż wartości stwierdzane we krwi chorych (3, 4), a także opisano obecność w gruczole krokowym substancji o immunologicznej aktywności inhibiny (1).

Stwierdzenie obecności bFSH i (bpodjednostki FSH) w tkance gruczolaka stercza może stanowić dodatkowe potwierdzenie hipotezy, że inhibina, której wydzielanie jest regulowane przez FSH (10), bierze udział w patogenezie gruczolaka stercza u starszych mężczyzn.

MATERIAŁ

Materiał stanowiły wycinki tkankowe pobrane z 8 gruczolaków stercza. Tkanki gruczolaków stercza uzyskiwano od chorych, u których wykonywano przezpęcherzową adenomektomię z powodu łagodnego rozrostu stercza. Chorzy byli w wieku: 67-81 lat (x — 71 lat), nie byli uprzednio leczeni preparatami hormonalnymi. Rozpoznanie kliniczne potwierdzono u każdego chorego badaniem histologicznym. Tkanki bezpośrednio po ich pobraniu umieszczano w suchym lodzie i przechowywano do chwili wykonania badań w temperaturze -20°C.

Opracowanie materiału tkankowego. Wycinki pobrane z 8 tkanek gruczolaka stercza po ich rozmrożeniu pokrojono na drobne skrawki i łącznie zhomogenizowano w buforze fosforanowym o pH — 7,5 w proporcji 3 ml buforu na 1 g tkanki. Homogenizację wykonano trzykrotnie po 5 sekund stosując 30-sekundowe przerwy na chłodzenie. Homogenat wirowano przy 100000 x G przez 30 minut. Uzyskany osad tkankowy (zawierający błony komórkowe) ekstrahowano przez 16 godzin 0,lN kwasem mrówkowym w proporcji 5 ml kwasu na 1 g osadu tkankowego a następnie ekstrahowany osad tkankowy wirowano przyz 4000 x G przez 30 minut. Uzyskany w wyniku wirowania ekstrakt osadu tkankowego liofilizowano. Wszystkie etapy postępowania do liofilizacji: rozmrożanie i krojenie wycinków tkankowych, homogenizację, ekstrakcję, pozyskiwanie ekstraktu osadu tkankowego przeprowadzono w temperaturze 4°C. Liofilizat rozpuszczano w 0,9% NaCl. W rozpuszczonym liofilizacie oznaczano metodami radioimmunologicznymi zawartości: FSH aFSH (a podjednostka FSH), bFSH (b podjednostka FSH), z których wyliczano stężenia: FSH (mU) aFSH (ng), bFSH (ng) w przeliczeniu na 1 g tkanki gruczolaka stercza. Radioimmunologiczne oznaczanie: FSH, aFSH, bFSH . FSH, aFSH, bFSH oznaczano metodami radioimmunologicznymi podwójnych przeciwciał. Pierwsze przeciwciała stanowiły: surowica królicza przeciw ludzkiej folitropinie (surowica anty-FSH, Biomed, Polska), surowica królicza przeciw ludzkiej aFSH (surowica anty-aFSH otrzymana od dr A. F. Parlow, NIH, USA), surowica królicza przeciw ludzkiej bSH (surowica anty-bFSH, otrzymana od dr A. F. Parlow, NIH, USA). Rozcieńczenia końcowe wynosiły dla: surowicy anty-FSH — 1:50000, surowicy anty — aFSH — 1:200000, surowicy anty-bFSH — 1:70000. Drugie przeciwciało stanowiła immunoglobulina barania precypitująca surowicę króliczą (Biomed, Polska). Do jodowania używano ludzkich preparatów: FSH (otrzymany od dr P. J. Lowery. Szpital Św. Bartłomieja, Londyn, Wielka Brytania), aFSH i bFSH (otrzymanych od dr A. F. Parlow, NIH, USA). Jodowano FSH, aFSH, fiFSH przy użyciu jodogenu (IODO-GEN™, Pierce, USA). Stosowano standardy: FSH 78/549 (National Institute for Biological Standards and Control, Londyn, Wielka Brytania), aFSH i bFSH (otrzymane od dr A. F. Parlow, NIH, USA). Czułości metod radioimmunologicznego oznaczania wyniosły dla: FSH — 0,8mU/ml, aFSH — l,5ng/ml, bFSH — l,5ng/ml. Surowica anty-FSH wykazywała reaktywność krzyżową z aFSH — 58,3%, bFSH — 34,0%. Surowica anty-aFSH wykazywała reaktywność krzyżową z FSH — 3,7%, bFSH — 7,9%. Surowica anty-bFSH wykazywała reaktywność krzyżową z FSH — 0,3%, aFSH — 0,4%.

Określenie wpływu 0,1N kwasu mrówkowego na immunoreaktywność FSH, aFSH, fiFSH. Wykonano krzywe wzorcowe ze standardami FSH, aFSH, bFSH ekstrahowanymi i nieekstrahowanymi 0,1N kwasem mrówkowym (ryc. 2, ryc. 3, ryc. 4). Ze względu na to, że 0,1N kwas mrówkowy mógł mieć wpływ na przebieg krzywych wzorcowych, wartości FSH, aFSH, bFSH oznaczane w liofilizacie ekstraktu z osadu tkankowego odczytywano z krzywych wzorcowych standardów ekstraho-wanych 0,1N kwasem mrówkowym.

Odzysk FSH z osadu tkankowego wynosił od 87,0%-108,0% (x — 105,0%).

WYNIKI

W liofilizacie ekstraktu z osadu tkankowego gruczolaka stercza stwierdzono obecności: FSH, aFSH, bFSH, odpowiadające stężeniom w tkance gruczolaka dla: FSH — 62mU/g tkanki, aFSH — 102ng/g tkanki, bFSH — 189ng/g tkanki.

Stężenie bFSH w tkance gruczolaka stercza znacznie przewyższało stężenie aFSH, stosunek stężeń bFSH do aFSH wynosił — 1,853, co może wskazywać na obecność w tkance gruczolaka wolnych bFSH.

OMÓWIENIE

Diekman (2) i Zięcik (11) używali 0,lN kwasu mrówkowego do ekstrakcji endogennego LH z tkanki ciałka żółtego zwierząt, który następnie oznaczali metodą radioimmunologiczną w liofilizacie ekstraktu tkankowego. Stosując opisaną przez nich metodę wykazaliśmy w poprzednich pracach (3, 4) obecność LH i FSH w tkankach gruczolaków stercza w stężeniach znamiennie wyższych niż ich stężenia we krwi chorych.

Stwierdzone przez nas stężenie bFSH w tkance gruczolaka stercza znacznie przewyższało stężenie aFSH, podjednostki: aFSH i bFSH mają zbliżoną masę cząsteczkową — około 15 000 D, co może wskazywać na obecność wolnych bFSH w tkance gruczolaka stercza za czym dodatkowo przemawiają: niska reaktywność krzyżowa surowicy anty-aFSH z FSH i bFSH i surowicy anty-bFSH z FSH i aFSH a także wysoki procent odzysku FSH świadczący, że stosowana metodyka (ekstrakcja 0,lN kwasem mrówkowym) nie prowadziła do istotnej dysocjacji FSH do aFSH i fiFSH.

Stosowana przez nas metoda radioimmunologicznego oznaczania bFSH nie wyklucza jednak całkowicie obecności w tkance gruczolaka bFSH — podobnej substancji wykazującej immunologiczne podobieństwo z bFSH.

Inhibina jest hormonem glikoproteinowym biorącym udział w regulacji wydzielania FSH przez przysadkę mózgową, hamującym na drodze ujemnego sprzężania zwrotnego wydzielania FSH (10). Głównym źródłem inhibiny u mężczyzn jest jądro (10). Opisywano również obecność inhibiny w innych tkankach w tym także obecność substancji o aktywności immunologicznej inhibiny w gruczole krokowym (1). Można postulować, że wzrost wydzielania FSH przez przysadkę mózgową u starszych mężczyzn może prowadzić do zwiększenia produkcji inhibiny przez gruczoł krokowy

Stwierdzenie obecności bFSH (lub bFSH-podobnej substancji) w tkance gruczolaka stercza może sugerować, że inhibina uczestniczy w patogenezie łagodnego przerostu gruczołu krokowego.

WNIOSKI

1. Stężenie bFSH w gruczolaku stercza było znacznie wyższe niż stężenie aFSH, co może wskazywać na obecność wolnych bFSH w tkance gruczolaka stercza.

2. Stwierdzenie bFSH w tkance gruczolaka stercza może sugerować udział inhibiny w patogenezie łagodnego przerostu gruczołu krokowego.

1. 1. Beksac M. S., Khan S. A., Eliasson R., Skakkefack N. E., Sheth A. R., Diczfalusy E.: Evidence for the prostatic origin of immunoreactive inhibin-like material in human seminal plasma. Int. J. Androl., 1984, 7, 389. —
2. 2. Diekman M. A., O\\\'Callaghan P., Nett T. M., Niswender G. D.: Validation of methods and quantification of luteal receptors for LH throughout the estrous cycle and early pregnancy in ewes. Biol. Reprod., 1978, 18, 999. —
3. 3. Dorobek W., Krzeski T., Borkowski A., Zgliczyński S., Baranowska B.: Ocena zawartości LH i FSH w tkance gruczolaka stercza. Urol. Pol., 1988, 41, 1. —
4. 4. Dorobek W., Misiosrowski W., Niewiadomska A., Baranowska B., Kuzaka B., Krzeski T., Zgliczyński S.: Methodologic basis for the radioimmunoassay of endogenous LH-like activity in human prostatic tissue. Nucl. Med., 1983, 22, 309. —
5. 5. Ghanadian R., Puah C. M.: Relationships between oestradiol--17fi, testosterone, dihydrotestosterone and 5a- androstane-3a, 17fi-diol in human benign hyperotrophy and carcinoma of the prostate. J. Endocrinol., 1981, 88, 256.
6. 6. Huggins C: The etiology of benign prostatic hypertrophy. Bull., New York Acad. Med., 1947, 23, 696. —
7. 7. Huggins C, Hodges C. V.: Studies on prostatic cancer. The effect of castration, of oestrogen and of androgen injection on serum phosphatase in metastatic carcinoma of the prostate. Cancer Res., 1941, 1, 293. —
8. 8. Isurugi K. F., Fukutani K., Takayasu H. I., Wakahayashi K., Tamaoki B. I.: Age related changes in serum luteinizing hormone (LH) and follicicle stimulating hormone (FSH) levels in normal men. J. Clin. Endocrinol. Metab., 1974, 39, 955.
9. 9. Lewis J, D., Ghanadian G. D.: Serum 5a-dihydrotestosterone and testosterone changes with age in man. Acta endocrinol. 1976, 82, 444. —
10. 10. Ying S.-Y.: Inhibins, activins and follistatins: gonadal proteins modulating the secretion of follicle-stimulating hormone. Endocrine Rev., 1988, 9, 267.
11. 11. Zięcik A., Shaw H. J., Flint A. P. E.: Luteal LH receptors during the oestrus cycle and early pregnancy in the pig. J. Reprod. Fert., 1980, 60, 129.

dr n. med. Waldemar Dorobek, 02-923 Warszawa, ul. Klarysewska 15a.