english version wersja do druku
	kwartalnik ISSN 0500-7208 Czasopismo punktowane przez KBN, Index Copernicus oraz w bazie GBL

Wprowadzenie

Zakażenia układu moczowego (ZUM) stanowią około 30% zakażeń szpitalnych [1]. W urologii największą grupę chorych narażonych na ZUM stanowią mężczyźni z zatrzymaniem moczu i utrzymywanym na stałe cewnikiem w pęcherzu moczowym. Spośród wszystkich pacjentów z zakażeniem szpitalnym układu moczowego 80% ma utrzymywany cewnik moczowy [2,3]. Ryzyko ZUM zależy m.in. od metody i czasu cewnikowania, czasu hospitalizacji, jakości zabiegów przeciwbakteryjnych przy manipulacji cewnikiem [4] oraz odporności gospodarza i właściwości moczu [3,5]. Nawet przy starannej pielęgnacji chorego ryzyko bakteriurii jest wysokie, a przy długim utrzymywaniu cewnika, tj. powyżej 30 dni, osiąga prawie 100% [3,6]. Cewnik w drogach moczowych, jako ciało obce, wywiera negatywny wpływ na mechanizmy obronne gospodarza, między innymi poprzez mechaniczne uszkadzanie warstwy glikozoaminoglikanów i tworzenie biofilmu [3]. Biofilm jest trójwymiarową kolonią bakterii, utworzoną przez mikroorganizmy o zmienionej ekspresji genów, która doprowadza do zmiany ich fenotypu z planktonicznego na adherentny. Struktura ta tworzy zewnątrzkomórkową macierz, zbudowaną z produktów gospodarza i składników wydzielanych przez bakterie [7]. Biofilm chroni mikroorganizmy przed immunologiczną obroną gospodarza, mechanicznym strumieniem moczu, a także przed antybiotykami. Z tego powodu leczenie musi trwać dłużej i bywa nieskuteczne [8]. W zakażeniach związanych z obecnością cewnika częściej stwierdza się szczepy oporne na wiele antybiotyków [9,10].

Cewnik utrzymywany w drogach moczowych oraz następcza bakteriuria są czynnikami ryzyka powikłań pooperacyjnych [11]. U pacjentów, którzy przed zabiegiem mieli zakażenie układu moczowego związane z obecnością cewnika, dochodzi do infekcji ran pooperacyjnych szczepami wieloopornymi [7]. Podczas wymiany cewnika u około 5% pacjentów stwierdza się krótkotrwałą i bezobjawową bakteriemię [13], która może być przyczyną zapalenia wsierdzia, szczególnie u pacjentów ze sztuczną zastawką serca.

Niestety zakażenia szpitalne traktowane są w większości badań jako jedna grupa bez uwzględnienia ich lokalizacji. Tymczasem bakterie odpowiedzialne za zakażenia szpitalne dróg moczowych u pacjentów z cewnikiem różnią się składem gatunkowym i opornością od bakterii wywołujących zakażenia związane z cewnikami naczyniowymi, szpitalne zapalenia płuc czy zapalenia ran operacyjnych [9]. W aktualnym piśmiennictwie nie ma danych dotyczących zmian w oporności bakterii występujących w moczu pacjentów z przewlekle utrzymywanym w pęcherzu cewnikiem. Informacje te są zaś niezbędne w odpowiednim prowadzeniu antybiotykoterapii empirycznej oraz profilaktyki okołooperacyjnej, a także w ocenie postępowania z cewnikiem.

Cel pracy

Celem badania było porównanie składu gatunkowego oraz oporności na antybiotyki flory bakteryjnej dolnych dróg moczowych mężczyzn z łagodnym rozrostem stercza (BPH) i cewnikiem utrzymywanym na stałe, hospitalizowanych w Klinice w latach 1994-1996 i 2004-2006.

Materiał i metody

Analizie poddano dokumentację kliniczną i wyniki posiewów moczu mężczyzn hospitalizowanych w Klinice z powodu całkowitego zatrzymania moczu w przebiegu BPH, z utrzymywanym na stałe w pęcherzu moczowym cewnikiem. Badanie objęło wszystkich pacjentów hospitalizowanych w latach 1994-1996 i 2004-2006.

Mocz do badania mikrobiologicznego był pobierany z cewnika w ciągu osiemnastu godzin od przyjęcia do szpitala. Mocz uzyskiwano metodą wkłucia się jałową igłą do jego światła i aspiracji do jałowej strzykawki po uprzednim odkażeniu zewnętrznej powierzchni cewnika. Wynik badania mikrobiologicznego obejmował identyfikację czynnika zakaźnego i określenie jego lekowrażliwości. Oznaczenia przeprowadzano, jeśli stwierdzano znamienną bakteriurię, tj. powyżej 100 000 CFU/ml.

Lekowrażliwość uropatogennych szczepów na antybiotyki i chemioterapeutyki oznaczano metodą dyfuzyj- no-krążkową na podłożu Mueller-Hinton 2 agar z użyciem krążków bibułowych nasyconych chemioterapeutykami w stężeniach, jakie osiągają one w surowicy, lub przy użyciu systemu VITEK 2 (automatyczny analizator mikrobiologiczny do identyfikacji bakterii i oznaczania lekowrażliwości). Posiane płytki inkubowano przez 16-18 godzin w temp. 35°C. W przypadku szczepów pałeczek niefermentujących inkubacja trwała 48 godzin. Zestaw leków zależał od przynależności szczepu do określonej grupy bakteryjnej. Wyniki oznaczeń lekowrażliwości szczepów interpretowano na podstawie wielkości stref zahamowania wzrostu szczepu wokół krążków (w mm) zgodnie z zaleceniami NCCLS (National Committee for Clinical Laboratory Standards). Możliwe wyniki antybiogramu były następujące: bakteria wrażliwa (S), średniowrażliwa (I) oraz oporna (R) na dany antybiotyk. W dalszej części pracy szczepy bakteryjne średnio wrażliwe i oporne na antybiotyk sumowano w jednej kategorii – „szczepy oporne”. W związku z różnicami w składzie antybiogramów w latach 1994- 1996 i 2004-2006 w pracy analizowano substancje, dla których wrażliwość oznaczano w obu tych okresach, tj. gentamycynę, amikacynę, ciprofloksacynę, amoksycylinę z kwasem klawulanowym, kotrimoksazol, nitrofurantoinę, cefotaksym, tetracyklinę. Niektóre zmiany w konstrukcji antybiogramów dokonywane były częściej. Z tego względu nie wszystkie szczepy z danej grupy miały oznaczoną wrażliwość wobec tych samych antybiotyków. Względne wartości oporności wobec poszczególnych antybiotyków wyliczano zatem na podstawie różnych wartości bezwzględnych. Antybiotyk uwzględniano w opracowaniu, jeśli więcej niż połowa badanych szczepów miała oznaczoną wobec niego wrażliwość.

Szczepy alarmowe określano na podstawie testów do wykrywania metycylinoopornych gronkowców (MRSA/MRSCN), enterokoków opornych na wysokie stężenia aminoglikozydów (HLAR), enterokoków opornych na wankomycynę (VRE), pałeczek Gram-ujemnych wytwarzających beta-laktamazy o rozszerzonym spektrum substratowym (ESBL-ENT) oraz Gram-ujemnych pałeczek opornych na karbapenemy (MBL). W przypadkach wątpliwych wynik potwierdzano metodą Etest. Oceny istotności statystycznej różnic dokonano przy użyciu testu Chi kwadrat z poprawką Yatesa przy użyciu programu STATISTICA®.

Wyniki

W latach 1994-1996 hospitalizowano 156 mężczyzn z cewnikiem Foleya z powodu całkowitego zatrzymania moczu w przebiegu BPH w wieku 49-90 (mediana 73 lata), a w latach 2004-2006 – 117 mężczyzn, w wieku 49-92 lata (mediana 72 lata). Czas utrzymywania cewnika wynosił odpowiednio w latach 1994-1996 od czterech dni do czterech lat (mediana 2 miesiące), a w latach 2004-2006 – od tygodnia do trzech lat (mediana 3 miesiące). Znamienną bakteriurię (>100 000 CFU/ml) stwierdzono w latach 1994-1996 u 119 (76,3%), a w latach 2004-2006 u 98 chorych (83,8%). Wyizolowane gatunki bakterii przedstawiono w tabeli I. W latach 1994-96 izolowano głównie bakterie Gram-ujemne (90%) z rodziny Enterobacteriaceae – najczęściej E. coli (20%). Wśród bakterii Gram-dodatnich najczęściej występował Enterococcus faecalis (7%). Z kolei w latach 2004-2006 z 10% do 25% wzrósł odsetek bakterii Gram-dodatnich. Występujący w 14% Enterococcus faecalis stał się drugim po Escherichii najczęściej izolowanym gatunkiem bakterii.

Oporność wszystkich bakterii na wybrane antybiotyki I i II rzutu, występujące w antybiogramach zarówno w latach 1994- 1996, jak i 2004-2006 r. przedstawiono w tabeli II. W ciągu dekady wśród bakterii Gram-ujemnych wyraźnie wzrosła oporność na amoksycylinę – kwas klawulanowy, cefuroksym, amikacynę oraz ciprofloksacynę. Z kolei oporność bakterii Gram- ujemnych na kotrimoksazol istotnie zmniejszyła się i była to najsilniej wyrażona zmiana w oporności zaobserwowana w analizowanym materiale. Nie odnotowano znamiennych różnic w oporności na gentamycynę, cefotaksym i nitrofurantoinę. Wśród bakterii Gram-dodatnich odnotowano wzrost oporności na amoksycylinę-kwas klawulanowy, ciprofloksacynę, nitrofurantoinę oraz tetracyklinę. Ze względu na niewielką liczebność gatunków Gram-dodatnich w latach 1994-1996 wszystkie różnice z wyjątkiem tetracykliny nie są znamienne statystycznie. W latach 2004-2006 prawie wszystkie bakterie Gram-ujemne były w pełni wrażliwe na imipenem (98% bakterii wrażliwych, dwie bakterie oporne – Hafnia alvei oraz Enterobacter cloaceae), a wszystkie bakterie Gram-dodatnie na wankomycynę i teikoplaninę. W latach 1994-96 wymienione antybiotyki nie były zwykle uwzględniane w antybiogramach.

Występowanie szczególnie niebezpiecznych, wieloopornych szczepów zwanych szczepami alarmowymi przedstawiono w tabeli III. Szczepy Acinetobacter baumannii były wrażliwe tylko na imipenem, meropenem i ampicylinę-sulbaktam. Szczepy Pseudomonas aeruginosa w latach 1994-1996 były wrażliwe na amikacynę, netilmycynę, tetracyklinę oraz kolimycynę, natomiast w latach 2004-2006 na amikacynę, piperacylinę- tazobaktam, ceftazydym, cefepim, imipenem.

Dyskusja

W ciągu dziesięciu lat doszło do znacznych zmian w składzie gatunkowym i oporności na antybiotyki flory bakteryjnej dolnych dróg moczowych pacjentów z BPH hospitalizowanych w naszym ośrodku z przewlekle utrzymywanym cewnikiem. Oporność bakterii na większość antybiotyków niestety wzrosła, co potwierdza również jedno z większych badań porównawczych opublikowane przez Raveh i wsp. w 2003 roku [14]. Badacze przeanalizowali wszystkie posiewy moczu wykonywane w dużym szpitalu specjalistycznym w trzech pierwszych miesiącach każdego roku od 1991 do 2000 r. Okazało się, że w grupie Enterobacteriaceae oporność wzrosła wobec ośmiu antybiotyków (m.in. ampicylina, gentamycyna, amikacyna, ciprofloksacyna, ceftriakson), pozostała taka sama dla pięciu i zmniejszyła się dla jednego, amoksycyliny – kwasu klawulanowego. Oporność enterokoków wobec ampicyliny pozostała niezmieniona na poziomie 12%. Autorzy zauważyli wyraźnie większą oporność szczepów izolowanych od pacjentów z cewnikiem na stałe oraz jej narastanie wobec ciprofloksacyny i amikacyny. Autorzy zwracają jednak uwagę, że zgodnie z lokalnymi zaleceniami zwykle nie wykonuje się w ich szpitalu badań mikrobiologicznych u bezobjawowych pacjentów z cewnikiem na stałe. Ponadto z analizy wykluczono wszystkie przypadki, gdzie izolowano kilka szczepów bakterii, co jest typowe u pacjentów z przewlekle utrzymywanym cewnikiem na stałe [15]. Z tych powodów wyniki tego badania nie oceniają prawidłowo flory bakteryjnej związanej z cewnikami.

Istotnych zmian w oporności nie zanotowali natomiast badacze ze Straubing (Niemcy), którzy przeanalizowali materiał mikrobiologiczny pochodzący z miejscowej Kliniki Urologii z lat 1994-2001 [16]. W ciągu ośmiu lat stwierdzono jedynie nieznamienne statystycznie narastanie oporności na kotrimoksazol (Escherichia coli – z 14% do 23% i enterokoki – z 5% do 14%) oraz na ciprofloksacynę (Escherichia coli – z 4% do 9% i enterokoki – z 34% do 46%). Oporność enterokoków na ampicylinę była niska i wahała się między 1,3% a 4,5%. W przypadku preparatu ampicyliny z sulbaktamem wyniki były jeszcze bardziej korzystne: od 0% do 6,9%. Niedużą oporność Enterobacteriaceae stwierdzono wobec gentamycyny (0-12%). Godny odnotowania był też spadek oporności Pseudomonas spp. na gentamycynę (z 50% do 15%) i na ciprofloksacynę (z 51% do 32%). Ogólnie, oporność bakterii w tym badaniu była zazwyczaj istotnie niższa niż w naszym materiale pochodzącym z lat 1994-1996. Różnice wynikają z odmiennych grup chorych (wszyscy pacjenci oddziału vs pacjenci z BPH i cewnikiem na stałe), ale z pewnością również z różnic lokalnych, tj. ordynowanie antybiotyków, czas utrzymywania cewników w drogach moczowych, postępowanie z cewnikiem.

Pracę opierającą się na materiale najbardziej zbliżonym do naszego, zarówno jeśli chodzi o czas (lata 2002-2005), jak i grupę chorych (pacjenci jednego szpitala z podziałem na chorych z i bez cewnika w drogach moczowych), opublikował w ubiegłym roku zespół z Uniwersytetu w Brescii (Włochy) [2]. Autorzy nie zaobserwowali wzrostu oporności na antybiotyki bakterii Gram-dodatnich i Gram-ujemnych. Przyczyną może być dość krótki okres obserwacji. Zaskakująca jest tylko nieznacznie większa oporność bakterii u pacjentów z cewnikiem. Różnica nie przekraczała 10%, a dla większości bakterii i antybiotyków wynosiła 0-5%. Być może wynika to z ogólnie niskiej oporności bakterii izolowanych w tym szpitalu, nie tylko w porównaniu z naszym materiałem, ale również z dwoma omówionymi wcześniej badaniami. W tej publikacji dane o oporności prezentowano osobno dla poszczególnych gatunków. Ponieważ najczęstszym patogenem była Escherichia coli, porównaliśmy oporność tej bakterii izolowanej u pacjentów z cewnikiem wobec wybranych antybiotyków z naszymi danymi. We włoskim szpitalu w latach 2002-2005 tylko 1% szczepów tej bakterii było opornych wobec amikacyny, w naszym materiale z lat 2004-2006 – 5,9%. Oporność na amoksycylinę-kwas klawulanowy wynosiła odpowiednio 16% i 5,9%, na ciprofloksacynę 32% i 47%, na kotrimoksazol 33% i 32%, na cefalosporyny trzeciej generacji 6% i 9%. Chociaż między wynikami istnieją pewne różnice, nie zmieniają one jednak oceny przydatności poszczególnych antybiotyków w terapii empirycznej. Za autorami tej pracy możemy powtórzyć, że największą skutecznością wobec bakterii Gram-ujemnych związanych z cewnikiem charakteryzują się obecnie amikacyna i karbapenemy. Ciprofloksacyna nie powinna być stosowana, gdyż w związku z jej powszechnym użyciem oporność wobec niej jest aktualnie bardzo wysoka.

Oprócz zmian w oporności w naszym materiale zwraca uwagę istotny wzrost odsetka bakterii Gram-dodatnich. Nie znajduje to potwierdzenia w wynikach przytoczonych wyżej badań [16,17]. Częstość występowania enterokoków w tych pracach utrzymywała się niezmiennie na poziomie około 20%, czyli istotnie wyższym niż w naszym materiale. W obu pracach gatunek Enterococcus był drugim pod względem częstości występowania. Jest jednym z kilku, których obecność wyraźnie koreluje z obecnością cewnika. Panuje jednak przekonanie o niskiej wirulentności Gram-dodatnich uropatogenów [14,17]. Wzrost odsetka bakterii Gram-dodatnich może być spowodowany nadmiernym stosowaniem fluorochinolonów w okresie utrzymywania cewnika. W jednym z badań udowodniono, że profilaktyka z użyciem tej grupy leków przeciwbakteryjnych powodowała występowanie mniejszej liczby zakażeń, zawsze jednak wywołanych przez bakterie Gram-dodatnie [18]. Ten sam mechanizm doprowadził prawdopodobnie do powstania bardzo wysokiej oporności na fluorochinolony. Można przypuszczać, że badana przez nas grupa chorych była poddana większej presji ciprofloksacyny niż pacjenci omówionych powyżej prac.

Badanie przyczyn narastania oporności nie było wprawdzie celem niniejszej pracy, jednak zaobserwowane zmiany skłaniają do analizy tego zjawiska. Z pewnością zwiększenie stosowania niektórych grup antybiotyków, zwłaszcza fluorochinolonów, jest za to odpowiedzialne [19]. Prowadzi to do selekcji szczepów endogennych oraz przenoszenia opornych bakterii pomiędzy pacjentami, co ma miejsce najczęściej w placówkach ochrony zdrowia. Biofilm na cewniku jest idealnym miejscem wytwarzania lub selekcji opornych szczepów, gdyż antybiotyki w takich warunkach często nie osiągają odpowiedniego stężenia. Potwierdza to większa oporność flory bytującej na cewnikach. Za narastanie w populacji oporności odpowiedzialne może być również powszechne stosowanie antybiotyków w hodowli zwierząt [20]. Takie praktyki zwiększają ilość bakterii opornych w środowisku, w tym również w prawidłowej florze skóry i jelita, która kolonizuje następnie cewniki w drogach moczowych. Ciprofloksacyna należy do antybiotyków o dużym potencjale do powstawania oporności, co oznacza, że im większa częstość jej stosowania, tym więcej pojawia się opornych bakterii. Pozostałe antybiotyki kwalifikowane do tej grupy to ampicylina, aztreonam, ceftazydym, erytromycyna, gentamycyna, imipenem i wankomycyna. Na szczęście udowodniono, że poprzez ograniczenie ich stosowania można znacznie zmniejszyć odsetek szczepów na nie opornych [21], co prawdopodobnie tłumaczy zaobserwowany przez nas przypadek oporności na kotrimoksazol. W leczeniu pacjentów z długotrwale utrzymywanym cewnikiem należy rozważyć zastąpienie ich preparatami o małym potencjale do powstawania oporności. Należą do nich między innymi cefalosporyny drugiej generacji z wyjątkiem cefamandolu, cefalosporyny trzeciej i czwartej generacji z wyjątkiem ceftazydymu, meropenu, nitrofurantoiny, amikacyny, doksycykliny. W świetle naszych danych z tej grupy należałoby wyłączyć cefuroksym, wobec którego oporność bakterii związanych z cewnikiem była najwyższa.

Większa oporność bakterii izolowanych obecnie z dróg moczowych cewnikowanych pacjentów zmusza do podjęcia szczególnych środków w celu zapobiegania i ograniczania liczby tych zakażeń. Badano rozmaite metody prewencji zakażeń związanych z cewnikiem. Spośród nich nieskuteczne okazały się: podawanie do cewki, pęcherza lub worka podłączonego do cewnika środków odkażających. Niewielkie znaczenie ma stosowanie cewników pokrytych solami srebra lub wydzielających antybiotyki. Profilaktyczne stosowanie antybiotyku zmniejsza co prawda liczbę zakażeń u pacjentów cewnikowanych krótko, natomiast u cewnikowanych długotrwale jedynym efektem jest indukcja flory opornej. Bakteriuria rozwinie się u 100% pacjentów cewnikowanych przy odpowiednio długim czasie utrzymywania cewnika [3]. Wraz z czasem utrzymywania cewnika zwiększa się liczba szczepów izolowanych z dróg moczowych, choć nie zwiększa się wyraźnie ich oporność [22]. Jedynymi pewnymi środkami zapobiegającym zakażeniom pozostają wczesne leczenie umożliwiające usunięcie cewnika i stosowanie systemów zamkniętych [3]. W przypadku konieczności wymiany worka obowiązkowe jest wyjałowienie końca cewnika. Z przyczyn oczywistych nie wykonywano badań nad wpływem starannego, jałowego cewnikowania na częstość występowania zakażeń bakteriami wieloopornymi. Jest to jednak czynnik, na który mamy być może największy wpływ.

W przypadku objawowego zakażenia układu moczowego u pacjenta z przewlekle utrzymywanym cewnikiem istnieje obecnie ograniczone spektrum wyboru antybiotyków. Biorąc pod uwagę dużą częstość występowania bakterii Gram-dodatnich, a także częstą obecność kilku szczepów, uzasadnione wydaje się stosowanie terapii skojarzonej. Jeśli przebieg zakażenia nie stanowi bezpośredniego zagrożenia dla życia, dobrą kombinacją może być amikacyna i amoksycylina z kwasem klawulanowym. W przypadku wstrząsu septycznego istnieją wskazania do łącznego zastosowania karbapenemu i antybiotyku glikopeptydowego. Na oddziale urologicznym może to być imipenem i wankomycyna. U pacjentów przebywających długo na oddziałach intensywnej terapii lepszym wyborem może być meropenem i teikoplanina z uwagi na ich mniejszy potencjał do wytwarzania oporności.

Wnioski

Zaobserwowane zmiany w składzie gatunkowym i oporności flory bakteryjnej dolnych dróg moczowych u chorych z łagodnym rozrostem stercza i cewnikiem utrzymywanym na stałe wskazują na konieczność:
1. stosowania skojarzonej antybiotykoterapii przeciw patogenom Gram-dodatnim i Gram-ujemnym w przypadku konieczności empirycznego leczenia ZUM;
2. podjęcia działań zmierzających do zmniejszenia oporności bakterii na antybiotyki poprzez skrócenie okresu utrzymywania cewnika w pęcherzu oraz odpowiedzialne stosowanie antybiotyków u pacjentów z cewnikiem na stałe;
3. dalszego monitorowania flory bakteryjnej u pacjentów przewlekle cewnikowanych, co powinno stanowić element oceny jakości opieki urologicznej.

1. Gravel D, Taylor G, Ofner M et al: Point prevalence survey for healthcare-associated infections within Canadian adult acute-care hospitals. J Hosp Infect 2007, 66, 243-248.
2. Stamm WE: Catheter-associated urinary tract infections: epidemiology, pathogenesis and prevention. Am J Med 1991, 91, 65S-71S.
3. Warren JW: Catheter-associated urinary tract infections. Int J Antimicrob Agents 2001, 17, 299-303.
4. Yoon H, Choi J, Park Y et al: Outbreaks of Serratia marcescens bacteriuria in a neurosurgical intensive care unit of a tertiary care teaching hospital: a clinical, epidemiologic, and laboratory perspective. Am J Infect Control 2005, 33, 595-601.
5. U-Syn H, Yong-Hyun C: Catheter-associated urinary tract infections: new aspects of novel urinary catheters. Int J Antimicrob Agents 2006, 28, 485-489.
6. Wilde MH: Urinary tract infection in people with long-term urinary catheters. J Wound Ostomy Continence Nurs 2003, 30, 314-323.
7. Trautner BW, Darouiche RO: Role of biofilm in catheter-associated urinary tract infections. Am J Infect Control 2004, 32, 177-183.
8. Matsukawa M, Kunishima Y, Takahashi S et al: Time courses of bacterial density in urine during antibacterial chemotherapy and influential factors in patients having positive bacteriuria with a complicated urinary tract. J Infect Chemother 2007, 13, 99-104.
9. Dettenkofer M, Ebner W, Els TJ: Surveillance of nosocomial infections in a neurology intensive care unit. J Neurol 2001, 248, 959-964.
10. Ena J, Arjona F, Martinez-Peinado C et al: Epidemiology of urinary tract infections caused by extended-spectrum beta-lactamase-producing Escherichia coli. Urology 2006, 68, 1169-1174.
11. Pickard R, Emberton M, Neal DE: The management of men with acute urinary retention. Br J Urol 1998, 81, 712-720.
12. Hamasuna R, Betsunoh H, Sueyoshi T et al: Bacteria of preoperative urinary tract infections contaminate the surgical fields and develop surgical site infections in urological operations. Int J Urol 2004, 11, 941-947.
13. Bregenzer T, Frei R, Widmer AF et al: Low risk of bacteremia during catheter replacement in patients with long-term urinary catheters. Arch Intern Med 1997, 157, 521-525.
14. Raveh D, Rudensky B, Huerta M et al: Use of time-trend analysis in the design of empirical antimicrobial treatment of urinary tract infection. Eur J Clin Microbiol Infect Dis 2003, 22, 158-164.
15. Warren JW, Tenney JH, Hoopes JM et al: A prospective microbiologic study of bacteriuria in patients with chronic indwelling urethral catheters. J Infect Dis 1982, 146, 719-723.
16. Wagenlehrer FME, Niemetz A, Naber KG: Erregespekrum und Antibiotikaresistenz beim Harnwegsinfekt und Konsequenzen für die Antibiotiktherapie. Untersuchung bei stationären urologischen Patienten mit Harnwegsinfektionen (1994-2001). Urologe [A] 2003, 42, 13-25.
17. De Francesco MA, Ravizzola G, Peroni L et al: Urinary tract infections in Brescia, Italy: etiology of uropathogens and antimicrobial resistance of common uropathogens. Med Sci Monit 2007, 13, BR136-44.
18. Van der Wall E, Verkooyen RP, Mintjes-de Groot J et al: Prophylactic ciprofloxacin for catheter-associated urinary-tract infection. Lancet 1992, 339, 946-951.
19. Peña C, Albareda JM, Pallares R et al: Relationship between quinolone use and emergence of ciprofloxacin-resistant Escherichia coli in bloodstream infections. Antimicrob Agents Chemother 1995, 39, 520-524.
20. Kümmerer K: Resistance in the environment. J Antimicrob Chemother 2004, 54, 311-320.
21. Ntagiopoulos PG, Paramythiotou E, Antoniadou A et al: Impact of an antibiotic restriction policy on the antibiotic resistance patterns of Gram-negative microorganisms in an Intensive Care Unit in Greece. Int J Antimicrob Agents 2007, 30, 360-365.
22. Dybowski B, Bres-Niewada E, Kryst P i in: Flora bakteryjna u pacjentów z cewnikiem w pęcherzu moczowym utrzymywanym na stałe. Urol Pol 2006, 59, supl. 1, 94.

Łukasz Zapała
Klinika Urologii
ul. Lindleya 4
02-005 Warszawa
tel. (022) 502 17 23
rodmin@go2.pl