english version wersja do druku
	kwartalnik ISSN 0500-7208 Czasopismo punktowane przez KBN, Index Copernicus oraz w bazie GBL

Wprowadzenie

Każdy organizm podlega stałemu kontaktowi z ogromną ilością antygenów, które są zagrożeniem dla jego zdrowia i integralności. Wolność od zarazków (immunitas) jest zależna od czynników genetycznych, barier mechanicznych (np. naskórka) oraz od komórek (np. fagocytów) i cząsteczek (np. białek bakteriobójczych). Wszystkie te czynniki stanowią o tzw. odporności nieswoistej, będącej pierwszą linią obrony. W wypadku, gdy ten etap odpowiedzi immunologicznej zawiedzie, włącza się odporność swoista, w której biorą udział limfocyty oraz uwalniane przez nie przeciwciała [1].

Limfocyty dzieli się na limfocyty T i B ze względu na funkcję i miejsce powstawania oraz ze względu na antygeny CD, obecne na ich powierzchni, wykrywane dzięki odpowiednim przeciwciałom monoklinalnym.

Limfocyty B powstają w szpiku kostnym i są odpowiedzialne za odporność humoralną, tzn. za wytwarzanie przeciwciał, które są produkowane przez pobudzone limfocyty B, zwane plazmocytami. Przeciwciała w zależności od budowy cząsteczki immunoglobuliny dzielimy na pięć klas: IgA, IgM, IgD, IgE, IgG.

IgA – produkowana przez komórki plazmatyczne, wyściełające śródbłonek jelit i płuc; znajduje się we wszystkich wydzielinach ustroju

IgM – jest syntetyzowana pierwsza, w początkowej fazie odpowiedzi na antygen jej stężenie nie jest wysokie i utrzymuje się w ustroju krótko.

IgD – rola IgD nie jest do końca poznana.

IgE – odpowiedzialna jest za występowanie alergii, np. astmy, kataru siennego. Występuje głównie w płucach.

IgG – utrzymuje się w naszym organizmie długo i w wysokim stężeniu. Jest więc głównym elementem trwałej odporności organizmu. IgG są w sposób aktywny transponowane z organizmu matki przez łożysko do płodu. Zanim więc dziecko rozwinie w pełni własny układ immunologiczny, IgG matki jest dla niego zabezpieczeniem przed patogenami.

Limfocyty T, wytwarzane w grasicy, są odpowiedzialne za odporność komórkową, tzn. komórka limfocytu T niszczy wroga (bakterie, wirusy). Limfocyty T dzieli się na dwie zasadnicze grupy: pomocnicze (Th) i supresorowe/cytotoksyczne (Ts/Tc). Limfocyty Th zawierają najczęściej cząsteczki CD4, limfocyty Ts/Tc cząsteczki CD8. Limfocyty T cytotoksyczne zdolne są do niszczenia obcych komórek. Limfocyty T pomocnicze i supresorowe mają właściwości regulowania odpowiedzi immunologicznej.

Aby omawiany wyżej limfocyt B mógł się przekształcić w komórkę produkującą przeciwciała, nie wystarcza sam kontakt z antygenem, konieczna jest także współpraca z limfocytem T pomocniczym (Th). W trakcie pobudzenia przez antygen i kooperacji z limfocytami T podczas pierwotnej odpowiedzi immunologicznej, limfocyty B różnicują się w dwóch kierunkach:

- w komórki intensywnie produkujące immunoglobuliny limfocytami, ostatecznie przekształcające się limfocytami komórki plazmatyczne,

- w komórki pamięci, które na swej powierzchni posiadają receptory immunoglobulinowe IgG, IgA lub IgE [14].

Między limfocytami znajdującymi się na obwodzie a limfocytami zasiedlającymi wtórne narządy limfatyczne istnieje stan dynamicznej równowagi, będący wynikiem ich stałej cyrkulacji [2]. Z ogólnej puli limfocytów od 1% do 2% co godzinę ulega recyrkulacji. Dzięki temu procesowi ogromna ilość swoistych antygenowo limfocytów może wejść w kontakt z właściwym dla siebie antygenem [3,4,5,6].

Pierwotnie wszelkie rozważania dotyczące reakcji immunologicznych odnoszono do procesów zachodzących w pierwotnych bądź wtórnych narządach limfatycznych (wątroba płodu, szpik kostny, grasica, śledziona i węzły chłonne). Zakładano, że wystarczy to do powstania odpowiedniej do potrzeb odpowiedzi immunologicznej. Zupełnie nie brano pod uwagę dość dużej liczby limfocytów obecnych w warstwie nabłonkowej, tzw. narządów nielimfatycznych (przewód pokarmowy, drogi oddechowe, drogi moczowo-płciowe, drogi łzowe i naskórek). Uważano, że nie jest możliwe odróżnienie tych limfocytów od limfocytów krążących we krwi.

W różnych doniesieniach wiele uwagi poświęca się też limfocytom śródnabłonkowym (IEL – intraephitelial lymphocytes), które zlokalizowane są wśród nabłonków różnych układów [7,8,9]. IEL należą głównie do limfocytów T, cechują się specyficznością tkankową, co nie umniejsza roli skupisk tkanki limfatycznej w błonach śluzowych.

Błony śluzowe tworzą ogromną powierzchnię, narażoną na inwazję licznych mikroorganizmów i innych antygenów, toteż znajdują się tam liczne komórki należące do układu odpornościowego.

Wspólny układ odpornościowy błon śluzowych MALT

Koncepcja wspólnego układu odpornościowego błon śluzowych opiera się głównie na tym, że zetknięcie się limfocytów w błonie śluzowej jelit z antygenem wywołuje odporność w błonach śluzowych innych narządów. Podstawowym mechanizmem jest tu wytworzenie przeciwciał IgA, przedostających się do wydzielin (sok jelitowy, ślina, łzy, śluz szyjkowy), gdzie pełnią one rolę obronną w postaci wydzielniczych IgA (S-IgA secretory IgA) [7,10,11,12].

Istnieją również czysto anatomiczne cechy wspólne dla skupisk tkanki limfatycznej, związanej z błonami śluzowymi. Stanowią je rozproszone w błonach śluzowych i podśluzowych zorganizowane skupiska grudek limfatycznych i grudki limfatyczne samotne [13,14].

Te wspólne cechy morfologiczne i czynnościowe legły u podstaw pojęcia tkanka limfatyczna związana z błonami śluzowymi – MALT (mucosa-associated lymphoid tissue).

Odpowiednio zalicza się tu tkankę limfatyczną błony śluzowej i podśluzowej jelit – GALT (gut-associated lymphoid tissue), oskrzeli – BALT (bronchit-associated lymphoid tissue), nosa i gardła – NALT (nose-ssociated lymphoid tissue) oraz dróg moczowych – GUALT (genito-urinary associated lymphoid tissue) i dróg łzowych – S&LGAT (salivary & lacrimary glans-associated lymphoid tissue) i gruczołu sutkowego – MGALT (mammary-gland associated limphoid tissue).

Terminy NALT i BALT nie obejmują komórek układu odpornościowego w oskrzelikach końcowych i pęcherzykach płucnych, gdzie mechanizm jest zupełnie inny [14,15].

Termin MALT odnosi się zwykle do zorganizowanych skupisk tkanki chłonnej związanych z błonami śluzowymi. Jednak ze względu na obecność w tychże błonach limfocytów śródnabłonkowych wprowadzono podział tkanki limfatycznej związanej z błonami śluzowymi na o-MALT (organized MALT) i d-MALT (diffuse MALT) [16]. Ponadto, biorąc pod uwagę cechy anatomiczne i czynnościowe, MALT można podzielić również na dwie ściśle współpracujące ze sobą części: indukcyjną i efektorową.

Antygeny są oddzielone od komórek tkanki limfatycznej barierą nabłonkową. Tak więc, aby wywołać odpowiedź immunologiczną, muszą one najpierw ją pokonać [24]. Kontakt antygenu z błoną śluzową powoduje „włączenie” części indukcyjnej. Komórki limfoidalne związane ze śluzówkami, krążące głównie w obrębie śluzówkowego układu limfatycznego, powodują, że MALT jest wyłączony z systemu układowych narządów limfatycznych. Dzięki tej specyficznej recyrkulacji stymulacja antygenowa jednej okolicy śluzówkowej wywołuje odpowiedź (w postaci przeciwciał) ograniczoną jedynie do MALT.

Istnieją trzy hipotezy, co do pochodzenia specyficznych przeciwciał IgA na powierzchni błon śluzowych:

1. Mogą być one wytwarzane w przewodzie pokarmowym i następnie selektywnie transportowane za pomocą układu krążenia do wydzielin (takich jak np. żółć czy ślina).

2. Komórki prekursorowi plazmocytów po kontakcie z antygenem w przewodzie pokarmowym mają możliwość selektywnej migracji do błon śluzowych innych układów, a następnie wydzielają IgA poprzez nabłonek.

3. Komórki prekursorowi plazmocytów są produkowane miejscowo, oddzielnie dla każdego z układów [25,26,27].

Najbardziej prawdopodobna wydaje się ostatnia z nich, bowiem doustne podanie szczepionki powoduje wzrost IgA i IgG w wydzielinach błon śluzowych jelit (w tym odbytu), ślinianek, a w wydzielinach pochwy – tylko wzrost IgG. Sugeruje to, że doustna immunizacja nie powoduje wzrostu IgA w układzie rozrodczym. Możliwe, że niewielka liczba komórek, produkujących antygenowo specyficzne IgA, migruje do układu rozrodczego, ale są one niewykrywalne przez testy ELISA. Jednak podanie antygenu (np. heterogennych erytrocytów) bezpośrednio do kępek Peyera powoduje w pochwie wzrost zarówno IgA, jak i IgG.

Poziom IgA i IgG w wydzielinie szyjkowo-pochwowej po donosowej immunizacji nie ma zaś wpływu na poziom przeciwciał w surowicy, co dowodzi, że IgA i IgG są produkowane lokalnie i stanowią największy procent znajdujących się tam przeciwciał, chociaż część z nich jest też prawdopodobnie dostarczana tam drogą krwi [26,28].

Doświadczalna immunizacja zewnętrznych narządów płciowych szczura powoduje reakcję ze strony błon śluzowych układu moczowo-płciowego, jednakże nie stwierdza się wówczas na ich powierzchni obecności przeciwciał wydzielniczych. Jednoczesna immunizacja układu pokarmowego i moczowo-płciowego (poprzez dojądrowe i dojelitowe podanie antygenu) powoduje natomiast pojawienie się specyficznych s IgA (secretory IgA) na powierzchni błon śluzowych układu pokarmowego i moczowo-płciowego [29].

Układ odpornościowy związany z błonami śluzowymi jest zatem jedną całością bez względu na jego umiejscowienie, a jego aktywność zależy od miejsca kontaktu i rodzaju antygenu. Indukowanie odpowiedzi immunologicznej błon śluzowych jest skuteczne w zapobieganiu infekcji i w wywoływaniu ogólnoustrojowej odpowiedzi.

Prawdopodobnie odpowiedź na immunizację niespokrewnionymi antygenami powoduje niezależną odpowiedź ze strony różnych subpopulacji limfocytów. Istnieją tu najpewniej dwa mechanizmy:

- patogeny produkują cząsteczki, które mają funkcje immunomodulacyjne niezależne od specyficzności antygenowej;

- charakterystyczne warunki, w jakich antygeny są rozpoznawane przez niepowiązane mechanizmy, mogą prowadzić do niezależnej odpowiedzi immunologicznej [30].

Najbardziej prawdopodobny mechanizm aktywacji lokalnych komórek APC (jak komórki dendrytyczne) oraz komórek T w jelitach lub samych komórek w jelitach zachodzi przez pobudzanie komórek dendrytycznych przez cytokiny i VIP. Dzięki temu tkanka może kontrolować odpowiedź na wiele sposobów. Inicjującym jest wysłanie sygnału aktywującego lokalne komórki APC [31].

Zachodzi więc pytanie, czy istniejący stan w układzie MALT jest już zaprogramowany w czasie ontogenezy czy też zachodzi stała jego stymulacja, a jeżeli tak, to czy ze strony przewodu pokarmowego (co wydaje się bardziej prawdopodobne w stanie zdrowia), czy też stymulacja zachodzi drogą układu krążenia, co z kolei ma miejsce głównie w warunkach chorobowych. Dowodem na to może być zachowanie się pęcherza moczowego w różnych stanach chorobowych.

Śluzówkowy układ odpornościowy układu moczowo-płciowego GUALT

Najlepiej poznany w układzie MALT jest GALT, o pozostałych podukładach wiadomo znacznie mniej [5,21,22]. Budowa i funkcje GUALT są dopiero w trakcie badań.

Układ moczowo-płciowy z powodu położenia anatomicznego jest stale narażony na inwazję antygenów, szczególnie u samic (znacznie krótsza cewka moczowa). Z kolei obecność przeciwciał w wydzielinie pochwy i śluzie szyjkowym również może świadczyć o dużej aktywności immunologicznej śluzówki układu płciowego samicy. Wydaje się, że układ odpornościowy, związany z błonami śluzowymi układu moczowo-płciowego, tworzy pierwszą linię obrony przed inwazją chorobotwórczych antygenów.

Pęcherz moczowy, połączony ze światem zewnętrznym cewką moczową, jest szczególnie narażony na częste infekcje. Dlatego w narządzie tym wykształcił się swoisty mechanizm pełniący rolę „pierwszej linii obrony” przed zakażeniem, który tworzy bogato rozwinięta tkanka limfatyczna [32,33].

U człowieka w błonie śluzowej pęcherza moczowego, głównie w jego części podstawnej, znajdują się bardzo dobrze unaczynione skupiska tkanki chłonnej, które powiększają się w odpowiedzi na kontakt z obcym antygenem. Ich unaczynienie pochodzi od naczyń ściany bocznej pęcherza [34].

Specjalny splot naczyniowy, znajdujący się w blaszce właściwej błony śluzowej, jest połączony z nabłonkiem przejściowym. Splot ten jest związany z funkcją nabłonka. Jest on również niezbędny do metabolizmu błon śluzowych oraz podtrzymywania ich funkcji jako bariery immunologicznej [34].

Bogate unaczynienie tkanki limfatycznej i błon śluzowych pęcherza moczowego pozwala na szybką mobilizację limfocytów w czasie lokalnej odpowiedzi na zakażenie, a dodatkowo umożliwia zwiększenie przepływu naczyniowego przez śluzówkę [35].

Niektórzy autorzy traktują te skupiska tkanki limfatycznej jako węzły chłonne. Jednak biorąc pod uwagę ich budowę histologiczną, taka klasyfikacja wydaje się błędna, gdyż nie wykazują one typowej dla węzła chłonnego budowy [34].

W ścianie pęcherza moczowego u człowieka znajduje się również rozbudowana sieć naczyń chłonnych. Ich liczba i rozmiar wzrasta w głębszych warstwach ściany pęcherza moczowego, natomiast nie stwierdza się ich w najbardziej powierzchownej warstwie tkanki podśluzowej [33]. Stanowi to morfologiczny przejaw powiązania lokalnego układu odpornościowego z układem ogólnoustrojowym. Antygeny inicjują miejscowo procesy odpornościowe, ale także naczyniami chłonnymi dostają się do regionalnych węzłów chłonnych, co z kolei uruchamia kaskadę ogólnoustrojowych reakcji immunologicznych.

W procesach zapalnych wzrasta migracja leukocytów i limfocytów do światła naczyń limfatycznych przez kanały wewnątrznabłonkowe, które są utworzone przez ściany tych naczyń. Ruch komórek odpornościowych między tkankami i światłem naczyń chłonnych odbywa się obustronnie również poprzez mikropinocytozę (pęcherzyki mikropinocytarne) [33,36]. Z kolei w niezaawansowanych procesach nowotworowych błon śluzowych pęcherza moczowego nie stwierdza się znaczących zmian w położeniu, ilości i wielkości naczyń limfatycznych jego ściany. Nie obserwuje się również zwiększonego przepływu naczyniowego przez naczynia węzłów chłonnych pęcherza moczowego. To może być przyczyną braku aktywności układu chłonnego błon śluzowych układu moczowo-płciowego we wczesnej fazie choroby nowotworowej [37]. Mając na uwadze obecność w układzie moczowym stale przepływającego moczu, wydaje się, że bierze on udział w mechanicznym oczyszczaniu błon śluzowych. W stanie zdrowia mocz nie wykazuje immunogeniczności, natomiast w wyniku zalegania moczu, wskutek mechanicznej przeszkody w jego odpływie, dochodzi do produkcji przeciwciał IgA i IgG przeciwko białkom własnej nerki (białko Tomma-Horsfella), co prowadzi do trwałego uszkodzenia nerki i rozwoju tzw. nefropatii refluksowej [23].

W badaniach przeprowadzonych na szczurach nie stwierdzono u nich zorganizowanych skupisk tkanki chłonnej, związanej z błonami śluzowymi układu moczowo-płciowego, jednak pęcherz moczowy jest (podobnie jak u człowieka) bardzo dobrze unaczyniony [38].

W części moczowej badanego układu immunoglobuliny A, G, M występują w większej ilości aniżeli limfocyty T i B. Być może dzięki wyższemu stężeniu immunoglobulin istnieje stan „stałej gotowości” do odpowiedzi na pojawienie się obcych antygenów, co rekompensuje brak zorganizowanych skupisk tkanki chłonnej. Niższy zaś poziom limfocytów jest wynikiem rzadszego kontaktu z antygenem aniżeli w przewodzie pokarmowym [38].

Immunoglobuliny, znajdujące się w wydzielinach układu moczowo- płciowego człowieka, są głównie produkowane miejscowo. 80% IgA szyjkowych i 55% IgA pochwowych to formy polimeryczne. Poziom IgA wzrasta na dwa do trzech dni przed owulacją, aby osiągnąć swój szczyt na dzień przed. Ma to związek najprawdopodobniej z zabezpieczeniem przed chorobami przenoszonymi drogą płciową. U gryzoni, które mają inny cykl niż naczelne, odnotowuje się spadek IgA przed owulacją [26,39,40].

Dominacja IgG w narządach płciowych szczura, zarówno w całym narządzie, jak i w warstwie nabłonkowo-śluzowo-podśluzowej, może być wynikiem rzadszego kontaktu z antygenem tej części układu moczowo-płciowego z powodu braku anatomicznego połączenia ze światem zewnętrznym. Z kolei w narządach płciowych samic szczura, które mają stałe anatomiczne połączenie ze światem zewnętrznym, rolę obronną pełni IgM, która jest pierwszym przeciwciałem pierwotnej odpowiedzi immunologicznej i może być produkowane miejscowo. Poziom IgM u samic szczura w czasie całego cyklu jest taki sam [41].

Różnica w dominacji poszczególnych klas immunoglobulin w układzie płciowym samic szczura i człowieka może również wynikać z obecności różnej flory bakteryjnej występującej fizjologicznie u obu gatunków.

W układzie moczowo-płciowym szczura limfocyty B występują w większej ilości w narządach płciowych samic niż w pozostałych częściach badanego układu. Wydaje się więc prawdopodobne, że u samic to właśnie limfocyty B, a nie immunoglobuliny, pełnią główną rolę obronną przed chorobotwórczymi patogenami. Stanowią one jednak stałą potencjalną gotowość do obrony, nie zaś nieuformowany „mur obronny”, jak to ma miejsce w części moczowej badanego układu, gdzie przeważają immunoglobuliny [38,43].

Zdecydowana natomiast przewaga limfocytów B nad limfocytami T we wszystkich odcinkach układu moczowo-płciowego, z wyjątkiem najądrza, pochwy i jajowodu, może być wynikiem potencjalnej możliwości wyrzucenia dużej ilości przeciwciał w razie wystąpienia pierwszych symptomów zakażenia tego układu.

Żeński układ płciowy człowieka przypomina pod względem zawartości immunoglobulin jelito cienkie. Relatywnie wysoki poziom IgA2 w szyjce macicy i jelicie cienkim może wynikać z rozprzestrzenienia się tam bakteryjnych polisacharydów o podobnej budowie antygenowej [44,45]. U szczura analogiczna zależność istnieje jedynie w jajowodzie.

Osobnym zagadnieniem jest bezpłodność związana z produkcją przeciwciał przeciwko spermie, głównie plemnikom. Wykrywa się tu, podobnie jak w przypadku nefropatii, przeciwciała IgG i IgA, które mogą znajdować się w śluzie szyjkowym w endometrium i jajowodach. Sytuacja taka może być skutkiem występującej miejscowo, nieprawidłowej immunosupresji [46].

U samic szczura znaczna przewaga limfocytów T nad limfocytami B w pochwie może być wynikiem ich funkcji supresorowych. Wydaje się prawdopodobne, że podobną funkcję mogą one pełnić w najądrzu samców.

Reasumując należy stwierdzić, że układ moczowo-płciowy szczura dysponuje odrębnym, niezależnie od ogólnoustrojowego, systemem obronnym. Manifestuje się to obecnością limfocytów B i T oraz immunoglobulin klas A, G i M, zlokalizowanych głównie śródnabłonkowo i (w nieco mniejszym zakresie) podnabłonkowo. Koncentracja poszczególnych klas immunoglobulin, jak i populacji limfocytów (w nieco mniejszym stopniu), jest różna zależnie od odcinka układu moczowo-płciowego, co zapewne związane jest z potencjalnymi drogami inwazji patogenów i wynikających z tego różnych zagrożeń dla różnych części badanego układu.

Wydaje się, że istniejące mechanizmy w większym stopniu zabezpieczają organizm przed zagrożeniami zewnętrznymi (mikroorganizmy) aniżeli przed wewnątrzustrojowymi (procesy nowotworowe).

Powyższe stwierdzenia odnoszą się do warunków fizjologicznych. W warunkach patologicznych procesy odpornościowe ulegają niewątpliwie intensyfikacji, a także zostają wówczas włączone ogólnoustrojowe mechanizmy obronne. Kierunek zmian zależny jest od konkretnego czynnika stanowiącego zagrożenie.

1. Płytycz B, Gliński ZF, Jarosz J i in: Immunologia porównawcza. Wydawnictwa Uniwersytetu Jagiellońskiego, Kraków 1999.
2. Gowans JL, Knight EJ: The route of Re-circulation of limphocytes in the rat. Prc Roy Soc B 1964, 159, 257-282.
3. James SP: Mucosal T-cell function. Gastroenterol Clin N America 1991, 20, 597-612.
4. Ptak W: Podstawy immunologii. Podręcznik dla studentów medycyny. PZWL, Warszawa 1987.
5. Roit L, Brostoff J, Male D: Immunologia, wyd. I, tłum. p. red. J. Żeromskiego Wydawnictwo Medyczne Słotwiński Verlag, Brema 1996.
6. Weissamn IL: Limphocyte Homing Receptors and the Immune response in vivo. Byo Essays 1986, 5, 112-116.
7. Klein J: Immunology. John Willey & Sons, New York 1982.
8. Lefrancas L: Intraephitelial Limphocytes of the intestinal mucosa, chriouser & chriouser. Seminars in immunology 1991, 3, 99-108.
9. Sim GK: Intraephitelial Lymphocytes and the Immune System. Advances in Immunology 1995, 58, 297-343.
10. Mestecky J: The common mucosal immune system and crorent strategies for the induction of immune response in external secretions. J. Clin. Immunol., 1987.7, 265-276.
11. Nair PN, Shroeder HE: Duct associated lymphoid tissue (DALT) of minor salivary glands & mucosal immunity. Immunology 1986, 57, 171-180.
12. O�Sullivan NL. Skandera CA, Montgomery PC: Limphocyte Lineages at Mucosal Effector Sites: Rat Salivary Glands. The Journal of Immunology 2001, 166, 5522-5529.
13. Mowat AM, Viney JL: The anatomical basis of intestinal immunity. Immunol Rev 1997, 156, 145-148.
14. Jakubisiak M: Immunologia. PWN, Warszawa 1998, 336-354.
15. Neutra MR, Pringault E, Kraehenbuhl JP: Antigen samdling across epithelial barriers&induction of mucosal immune responses. Ann Rev Immunology 1986, 14, 275-300.
16. Kreachenbuhl JP, Nectra MR: Molecular & cellular basis of immune protection of mucosal surfaces. Physiol Rev 1992, 72, 4, 853-879.
17. Foldi M: Physiologie und Pathophysiologie des Lymphgefassystems. w: Meessen H (red.) Lymphgefass-system, Springer Verlag, Berlin Heidelberg, New York, 1972, str. 239-310.
18. Olszewski WL: Putting the Immune System Back in the Body. Lymphology 1988, 21, 83-85.
19. Olszewski WL: What is Limphology-Prospects in Human Studies. Lymphology 1982, 15, 80-87.
20. Olszewski WL: Surgical Pathophysiology of the Lymphatic system. Z Exp Chir 1981, 1 4, 9-20.
21. Scelsi R, Scelsi L, Gritti A et al: Structure of the lymphatic microcirculation in the human urinary bladder with different intraluminal pressure and distension. Lymphology 1996, 29, (2), 60-66.
22. Sim GK: Intraephitelial Lymphocytes and the Immune System. Advances in Immunology 1995, 58, 297-343.
23. Krzeska I, Krzeski T: Nefropatia refluksowa u dzieci. PZWL, Warszawa, 1997.
24. Neutra MR, Pringault E, Kraehenbuhl JP: Antigen samdling across ephitelial barriers & induction of mucosal immune responses. Ann Rev Immunol 1986, 14, 275-300.
25. Ethart N, Desmoulins P-O, Chemian K et al: Dendritic Cell Recruitment and in Vivo Priming of CD 8 + CTL Inducted by Single Topical or Transephitelial Immunization Via the Buccal Mucosa with Measles Virus Nucleoprotein. The Journal of Immunology 2001, 167, 384-391.
26. Kubota M, Miller, Imaoka K et al: Oral Immunization with Simian Immunodeficiency Virus p 55 gag and Cholera Toxin Elicits Both Mucosal JgA and Systemic JgG Immune Responses in Nonhuman Primates. The Journal of Immunology, 1997, 158, 5321-5329.
27. McDermott MR, Bienenstock J: Evidence for a Common Mucosal Immunologic Systemand Migration of B Immunoblasts into Intestinal, Respiratory and Genital Tissues. The Journal of Immunology, 1994, 6, 572-583.
28. Staats HF, Jackson RJ, Mamario M et al: Mucosal immunity to infection with implications for vaccine development. Current Opinion in Immunology 1994, 6, 572-583.
29. Clifton VL, Husband AJ, Kay DJ: Local Immunity in the male reproductive tract. Immunol-Cell-Biol 1992, 70 (pt 5), 301-307.
30. Ismail N, Bretsher PA: The Th1/Th2 Nature of Concurrent Immune Responses to Unrelated Antigens Ca be Independent. J Immunol 1999, 163, 4842-4850.
31. Alpan O, Rudomen G, Matzinger P: The Role of Dendritic cells, B Cells, M cells in Gut-Oriented Immune Responses. J Immunol 2001, 166, 4843-4852.
32. Poggi P, Marchetti C, Tazzi A, Scelsi R: The Lymphatic vessels and their relationship to lymph formation in the human urinary bladder. Lyphology 1995, 28 (1), 35-40.
33. Scelsi R, Scelsi L, Gritti A et al: Structure of the lymphatic microcirculation in the human urinary bladder with different intraluminal pressure and distension. Lymphology 1996 29 (2), 60-66.
34. Hendriks HR, Eestermans IL: Dissappearance and reappearance of high endothelial venules and immigrating lymphocytes in lymph nodes deprived of afferent lymphatic vessels: a possible regulatory role macrofages in lymphocyte migration. Eur J Immunol 1983, 13, 663-669.
35. Azalli G, Orlandi G, Gatti R: The migration of lymphocytes and polymorphonuclear leucocytes across the endothelial wall of the absorbing peripheral lymphatic vassel. J Submicrosc Cytol Pathol 1990, 22 (4), 543-549.
36. Kitamura T, Garofolo RP, Kamija A et al: Human Intestinal Epithelial Cells Express a Novel Receptor for IgA. J Immunol 2000, 164, 5029-5034.
37. Marchetti C, Poggi P, Farina A et al: Structure of the initial lymphatics of human urinary bladder with invasive urothelial tumors. Lymphology 1996, 29 (3), 118-125.
38. Pastuszka A: Tkanka limfatyczna w błonach �luzowych układu moczowo- -płciowego szczura. Rozprawa doktorska, �lšska Akademia Medyczna w Katowicach, Wydział Lekarski w Zabrzu, 2002,
39. Hall M, Roser BJ, Dorsch FE: Sex steroid hormone regulation of IgA and IgG in rat uterine secretions. Nature 1977, 268, 534-536.
40. Tourville DR, Ogra SS, Lippes J et al: The human female reproductive tract: Immunohistological localization of YA, YG, YM., secretory �piece�, and lactofferin. Amer J Obstet Gynec 1970, l, 1102-1108.
41. Kutteh WH, Mastecky J: Secretory Immunity in the Female Reproductive Tract. AJRI 1994, 31, 40-46.
42. Kutteh WH, Prince SJ, Hammond HR et al: Varations in immunoglobulins and IgA subclasses of human uterine cervical secretions around the time of ovulation. Clin Exp Immunol 1996, 104, 538-542.
43. McDermott MR, Golgsmith CH et al: Lymphocytes in Genital Lymph Nodes Protect Mice From Intravaginal Infection with Simplex Virus Type 2. J Infect Dis 1989, 159, 460-466.
44. Russell MW, Brown TA, Radl J et al: Assay of human IgA subclass antibodies in serum and secretions by means of monoclonal antibodies. J Immunol Methods 1986, 87, 87-93.
45. Wold AE, Mestecky J, Tomana M et al: Secretory immunoglobulin A carries oligosaccharide receptors for Escherichia coli Type 1 fimbrial lectin. Infect Immunol 1990, 58, 3073-3077.
46. Pisarski T: Położnictwo i ginekologia. Podręcznik dla studentów. PZWL, Warszawa 1993.

Krzysztof Lubas
ul. Żuławska 5
42-200 Częstochowa
tel. 0 509 299 027
ktlubas@tlen.pl